核心蛋白聚糖对TGFβ1诱导的人肾小管上皮细胞产生胶原的影响

　　　　 作者：成学琴， 鲍华英， 潘小勤， 费莉， 黄松明， 张维真

【摘要】 　　目的: 探讨核心蛋白聚糖对转化生长因子β1（TGFβ1）诱导的人近端肾小管上皮细胞(HK2)Ⅰ、 Ⅲ型胶原表达的影响。方法: 将体外培养的HK2细胞分为: （1）阴性对照组; （2）10 μg/L TGFβ1组; （3）TGFβ1（10 μg/L）+（10 μg/L）核心蛋白聚糖组; （4）TGFβ1（10 μg/L）+（100 μg/L）核心蛋白聚糖组。倒置显微镜下观察加入刺激因子48 h后肾小管上皮细胞的细胞形态学改变; 应用逆转录聚合酶链反应(RTPCR)观察不同浓度的核心蛋白聚糖对HK2细胞Ⅰ、 Ⅲ型胶原表达变化的影响。结果: 加入刺激因子48 h后， （1）组细胞形态与正常HK2细胞形态基本一致， 大部分仍为椭圆形; （2）组细胞形态发生明显的变化， 大部分细胞由椭圆形拉长为长梭形; （3）和（4）组， 梭形样细胞明显减少， 尤其是（4）组梭形样细胞减少更为明显。（2）组HK2细胞Ⅰ型胶原mRNA表达上升到（1）组的27.86倍， Ⅲ型胶原mRNA的表达上升到（1）组的21.83倍。（3）和（4）组与（2）组相比， Ⅰ型胶原mRNA的表达分别下降了36.39%、 53.36%， Ⅲ型胶原mRNA的表达分别下降了26.35%、 47.96%（P&<0.05）， 但仍未下降到正常水平。结论: 核心蛋白聚糖能抑制TGFβ1诱导的人近端肾小管上皮细胞Ⅰ、 Ⅲ型胶原的表达， 可能是核心蛋白聚糖抑制肾间质纤维化的原因之一。

　　AIM: To explore the roles of core proteoglycan and TGFβ1 on the expressions of Ⅰ and Ⅲ collagen in human renal tubular epithelial cell line(HK2) in vitro. METHODS: Confluent HK2 cells were exposed to TGFβ1 and core proteoglycan for up to 48 h. The cells were pided into four groups. Group (1)， negative control group; group(2)， single 10 μg/L TGFβ1 treated group; group (3)， 10 μg/L TGFβ1+10 μg/L core proteoglycan group; group (4)， 10 μg/L TGFβ1+100 μg/L core proteoglycan group. Morphologic characterization of HK2 cells was shown by invertmicroscope; Precise amounts of Ⅰand Ⅲ collagen mRNA were measured by RTPCR. RESULTS: After 48 h， morphology of (1) group cells had no changes， most cells were normal shape; (2) group cells took great changes， most cells converted into spindle shape， like fibroblast， (3) and (4) groups， spindle shape cells reduced significantly. In contrast to (1) group， the expressions of Ⅰcollagen in (2) group from mRNA significant increased by 27.86fold. The expressions of Ⅲ collagen increased by 21.83fold.Comparing (3) and (4) groups to(2) group， the expressions of Ⅰcollagen from mRNA effectively decreased 36.39% and 53.36%. Ⅲ collagen expressions increased 26.35% and 47.96%（P&<0.05）respectively. But， neither (3) group nor (4) group alone could regulate Ⅰ and Ⅲ collagen mRNA to normal levels. CONCLUSION: Core proteoglycan can inhibit the expressions of Ⅰ and Ⅲ collagen in HK2 cells induced by TGFβ1 in vitro. Possibly， suggest core proteoglycan contribute to the regulation of renal fibrosis.

【关键词】 核心蛋白聚糖; 转化生长因子β1; 胶原; 肾小管上皮细胞

　　大量证据表明， 肾小管上皮细胞在肾小管间质纤维化发病机制中起着重要的作用， 它不仅是被动受害者， 还是直接参与者。转化生长因子是被公认的致纤维化生长因子， 它可以通过多种途径增加细胞外基质的产生， 导致肾小管间质纤维化的发生［1， 2］。核心蛋白聚糖被认为是转化生长因子的一种天然拮抗剂， 基因定位于12q 21 q22， 有8个外显子， 翻译为一个含有359个核苷酸的蛋白［3］。它属于富含亮氨酸的小分子蛋白聚糖家族中的一员， 由核心蛋白和一条糖胺聚糖链组成。以10～12个富含亮氨酸重复序列的结构域为特征［4］。核心蛋白聚糖参与体内许多活动， 其生物活性主要通过核心蛋白部分与相应物质结合而发挥作用， 可以参与细胞增殖、 分化及基质的形成等［5， 6］。近年来对其抗纤维化作用也有不少报道。但核心蛋白聚糖具体的抗纤维化机制仍不是很清楚， 核心蛋白聚糖在肾小管上皮细胞中的作用仍未有报道。本研究利用体外培养的人肾小管上皮细胞， 观察了核心蛋白聚糖对TGFβ1诱导的人肾小管上皮细胞胶原表达的影响。

　　1 材料和方法

　　1.1 材料 重组人核心蛋白聚糖购自美国R&&D公司; DMEM/F12培养基为美国GIBCOL公司产品; 胎牛血清购自杭州四季青公司; 重组人TGFβ1为美国Peprotech公司产品; RTPCR相关试剂购于美国Promega公司; 引物均由美国Invitrogen公司合成; 图像分析处理系统购自美国UVP公司; 人肾小管上皮细胞株购于中国典型培养物保藏中心。

　　1.2 方法

　　1.2.1 细胞培养 HK2细胞培养于37℃、 50 mL/L CO2培养箱， 培养基成分包括DMEM/F12培养基(包含2 g/L生物缓冲剂HEPES)、 100 mL/L胎牛血清（FBS）、 1.8 g/L碳酸氢钠、 青霉素1×105 U/L、 链霉素100 mg/L。5 g/L胰蛋白酶+2 g/L EDTA消化后， 2×106细胞接种于50 mL塑料培养瓶。细胞70%～80%融合时改为无血清培养基培养24 h， 使细胞生长同步化后进行刺激 。同时加入核心蛋白聚糖和TGFβ1 48 h后， 观察细胞形态学变化， 同时收集细胞。每个实验组均设3个复孔， 取平均值。

　　1.2.2 细胞形态学观察 倒置显微镜下观察加入核心蛋白聚糖和TGFβ1 48 h后， 各组HK2细胞的形态学变化， 并拍照记录。

　　1.2.3 RTPCR方法检测HK2细胞中Ⅰ、 Ⅲ型胶原mRNA表达水平的变化 按TRLzol试剂说明书提取细胞总RNA， 按逆转录试剂说明书逆转录合成cDNA模板， 并以等量cDNA为模板进行PCR扩增反应。序列如下: Ⅰ型胶原上游5′GGCGGCCAGGCTCCGACCC3′， 下游5′AATTCCTGGTCTGGCACC3′产物347 bp; Ⅲ型胶原上游5′GCTTCCCAGAACATCACA3′， 下游5′GGTAGTCTCACAGCCTTGC3′产物230 bp; GAPDH上游5′ACCACAGTCCATGCCATCAC3′， 下游5′TCCACCACCCTGTTGCTGTA3′产物452 bp。反应条件: 94℃预变性5 min， 然后进入循环， 94℃变性30 s， 各基因最佳退火温度， 退火30 s， 72℃延伸30 s， 最后72℃终末延伸7　　 min。GAPDH为28个循环， Ⅰ、 Ⅲ型胶原均为30个循环。PCR产物经10 g/L琼脂糖凝胶电泳， 凝胶成像系统成像， 用图像分析处理系统进行灰度扫描， 以吸光度值代表其表达量。用GAPDH量校正， 将二者吸光度值进行比较。重复3次独立的RTPCR全过程。

　　1.2.4 统计学分析 结果以x±s表示， 采用SPSS11.5软件进行统计学分析。组间比较采用单因素方差分析， 两组均数之间的比较采用q检验， P&<0.05示差异有统计学意义。

　　2 结果

　　2.1 HK2 细胞形态学改变 倒置显微镜下观察细胞形态学变化（图1）。正常HK2细胞为卵圆形或椭圆形贴壁细胞， 细胞间连接紧密， 成片生长。阴性对照组HK2细胞与正常HK2细胞无明显区别， 细胞基本上为椭圆形贴壁生长状(图1A); 单独加入TGFβ 148 h后， 大多数细胞拉长为梭形， 似成纤维细胞状生长。可见， TGFβ1在10 μg/L浓度时能明显诱导HK2细胞发生形态学改变(图B); 而TGFβ1和核心蛋白聚糖共同作用时， 梭形样细胞明显减少， 尤其是核心蛋白聚糖剂量较大时更为明显(图1C、 D)。

　　2.2 HK2细胞Ⅰ、 Ⅲ型胶原mRNA表达的变化 正常HK2细胞仅有少量的Ⅰ、 Ⅲ型胶原表达。从（1）组可见Ⅰ、 Ⅲ型胶原mRNA的表达很少， 尤其是Ⅲ型胶原几乎未见表达; 单独加入TGFβ1 48 h后， Ⅰ、 Ⅲ型胶原mRNA的表达明显增加， 平均值分别为（0.892±0.093）和（0.786±0.065）， 与（1）组相比较有统计学意义（P＜0.05）; （3）组和（4）组Ⅰ、 Ⅲ型胶原的表达有所减少， （3）组Ⅰ、 Ⅲ型胶原的平均值分别为（0.416±0.024）和（0.409±0.018）， （4）组Ⅰ、 Ⅲ型胶原的平均值分别为（0.197±0.009）和（0.105±0.007）， 两组与（2）组相比， 均有统计学意义（P＜0.05）。但加入核心蛋白聚糖的（3）和（4）组都未使 Ⅰ、 Ⅲ型胶原的表达降至正常水平（图2）。

　　图1 人肾小管上皮细胞的形态学改变（略）

　　Fig 1 Morphologic characterization on HK2 cells

　　A: Negative control group; B: 10 μg/L TGFβ1 group; C: 10 μg/L TGFβ1+10 μg/L decorin group; D: 10 μg/L TGFβ1+100 μg/L decorin group.

　　图2 Ⅰ胶原和Ⅲ胶原mRNA的表达（略）

　　Fig 2 The expression of Ⅰ and Ⅲ collagen mRNA

　　A: RTPCR pictures of Ⅰ and Ⅲ collagen; B: RTPCR results of Ⅰ collagen mRNA; C: RTPCR results of Ⅲ collagen mRNA. 1: DNA marker; 2: Negative control group; 3: 10 μg/L TGFβ1 group; 4: 10 μg/L TGFβ1+10 μg/L decorin group; 5: 10 μg/L TGFβ1+100 μg/L decorin group.

　　3 讨论
　　
　　肾小管上皮细胞是小管间质产生基质的重要细胞之一。TGFβ1是被公认的中心调节因子。近年来， 关于核心蛋白聚糖与TGFβ1之间的相互作用有许多研究。Liliana等［7］的研究结果表明， 在大鼠单侧输尿管结扎模型中， 当敲除核心蛋白聚糖基因时， 肾间质纤维化的程度更加严重。Wang等［8］的研究提示， 在抗大鼠胸腺细胞血清诱导的肾小球肾炎模型中， 当通过系膜细胞作为载体转染核心蛋白聚糖基因后， 细胞外基质聚集的程度明显减轻。Costacurta等［9］通过系膜细胞转染核心蛋白聚糖基因也证实， 核心蛋白聚糖能减轻肾间质纤维化的程度。但大多数是利用大鼠模型作为研究对象， 而且未具体到就某种细胞进行研究［10， 11］。我们在以前的实验中， 通过收集儿童的肾活检标本， 应用免疫组化的方法观察到， 核心蛋白聚糖在肾间质损害较严重的病历中， 表达明显增加， 而且与TGFβ1的表达呈正相关关系。猜测， 核心蛋白聚糖的表达与TGFβ1的表达有一定的关系， 但核心蛋白聚糖如何发挥作用呢？通过外源性加入核心蛋白聚糖对肾小管上皮细胞表达胶原有何影响呢？因此， 实验中我们观察了核心蛋白聚糖对TGFβ1诱导的人肾小管上皮细胞分泌细胞外基质的影响。结果显示， TGFβ1可使HK2细胞形态学发生变化， 拉长似成纤维样细胞， 并且能促进HK2细胞分泌胶原Ⅰ及胶原Ⅲ， 验证了TGFβ1在肾小管上皮细胞中的致纤维化作用; 实验中， 核心蛋白聚糖可抑制TGFβ1诱导的HK2细胞形态学改变， 并可抑制TGFβ1诱导的HK2细胞胶原Ⅰ及胶原Ⅲ的表达， 且存在剂量相关性， 证明核心蛋白聚糖可以减少细胞外基质的聚集。同时提示， 核心蛋白聚糖在肾间质细胞外基质重塑过程中有重要的调节作用。但核心蛋白聚糖具体是通过抑制外源性TGFβ1的活性发挥作用还是通过抑制内源性TGFβ1发挥作用仍需进一步研究。

参考文献

　　［1］ Kuroda M， Sasamura H， ShimizuHirota R， et al. Glucocorticoid regulation of proteoglycan synthesis in mesangial cells［J］. Kidney Int， 2002， 62(3): 780-789.

　　［2］ Becker GJ， Hewitson TD. The role of tubulointerstitial injury in chronic renal failure［J］. Curr Opin Nephrol Hypertens， 2000， 9(2): 133-138.

　　［3］ Border WA， Okuda S， Languino LR， et al. Transforming growth factorβ regulates production of proteoglycans by mesangial cells［J］. Kidney Int， 1990， 37(2): 689-695.

　　［4］ Border WA， Noble NA. Cytokines in kidney disease: the role of Transforming growth factorβ［J］. AmJ Kidney Dis， 1993， 22(1): 105-113.

　　［5］ Tamaki K， Yoshimura J， Okuda S. Molecular biology in regulation of kidney function: TGFβ［J］. Nippon Rinsho， 2006， 64(2): 297- 301.

　　［6］ De Heer E， Sijpkens YW， Verkade M， et al. Morphometry of interstitial fibrosis［J］. Nephrol Dial Transplant， 2000， 6(3): 72-73.

　　［7］ Liliana S， Katarina M. Absence of decorin adversely influences tubulointerstitial fibrosis of the obstructed kidney by enhanced apoptosis and increased inflammatory reaction［J］. Am Pathology， 2002， 160 (3): 1181-1191.

　　［8］ Huijun W， Long C. Ex vivo transfer of the Decorin gene into rat glomerulus via amesangial cell vector suppressed extracellular matrix accumulation in experimental glomerulonephritis［J］. Exp Mol Pathol， 2005， 78(1): 17-24.

　　［9］ Costacurta A， Priante G， D’Angelo A， et al. Decorin transfection in human mesangial cells downregulates genes playing a role in the progression of fibrosis［J］. Cant Clin Lab Anal， 2002， 16(4): 178-186.

　　［10］ Yang J， Liu Y. Dissection of key events in tubular epithelial to myofibroblast transition and its implications in renal interstitial fibrosis［J］. Am J Patho， 2001， 159(4): 1465-1475.

　　［11］ Strutz F， Muller GA. Interstitial pathomechanisms underlying progressive tubulointerstitial damage［J］. Kidney Blood Press Res， 1999， 22(1-2): 71-80.