【摘要】 目的:探讨缺氧肝细胞对大鼠肝星状细胞基质金属蛋白酶2(MMP2)表达及其活性的影响。方法:缺氧培养肝细胞BRL3A(氧浓度5%)12 h后取其培养上清作为条件培养基,培养肝星状细胞HSCT6,设6、12、24 h 3个时间点,RTPCR、酶图法分别检测HSCT6 MMP2 mRNA表达及其酶活性。以无血清DMEM培养肝星状细胞作为对照组。结果:随条件培养时间的延长,缺氧条件培养组HSCT6 MMP2活性均升高(30.74±8.22、31.71±8.10、49.79±13.61),且高于对照组(18.58±1.62、25.98±2.73、32.14±3.76),但扣除本底后缺氧条件培养基组HSCT6 MMP2活性(12.99±2.05、14.01±2.00、29.44±3.62)均低于相应对照组,在6 h和12 h时间点差异有统计学意义(P6 h=0.039,P12 h=0.007),缺氧条件培养基组HSCT6 MMP2 mRNA表达量(0.44±0.07、3.66±1.10、4.29±0.99)高于相应对照组(0.61±0.07、2.50±0.27、0.52±0.16),差异具有统计学意义(P6 h=0.044,P24 h=0.030)。结论:物理缺氧条件下,肝细胞分泌或释放了可溶性物质作用于肝星状细胞,使其MMP2表达上调,活性下降。肝细胞分泌或释放了何种物质尚待进一步研究。
【关键词】 基质金属蛋白酶2; 缺氧; 肝细胞; 肝星状细胞; 相互作用
[Abstract] Objective:To investigate the effects of hypoxic hepatocytes on the expression and the activity of matrix metalloproteinase2(MMP2) in rat hepatic stellate cells.Methods: Hepatocytes (BRL3A) were cultured in Dulbecco′s modified eagle medium with 10% fetal calf serum at 37 ℃ and 5% CO2.When reaching confluence,the hepatocytes were incubated in serumfree medium and put into the hypoxiabox,in which the concentration of oxygen was 5%.After 12 h,the supernatants were harvested,and were used to culture rat hepatic stellate cells (HSC cell line) for 6 h,12 h,24 h respectively.And then the supernatants and the cells were harvested.The expression of the MMP2 mRNA in HSC cells was detected by RTPCR.The activity of the MMP2 in the supernatant was detected by zymography.Results:The expression of MMP2 in the hypoxic conditional groups at three time points (0.44±0.07,3.66±1.10,4.29±0.99) were higher than those in the control groups (0.61±0.07,2.50±0.27,0.52±0.16),P6 h=0.044,P24 h=0.030.However the activity of MMP2 in the hypoxic conditional groups (12.99±2.05,14.01±2.00,29.44±3.62) were lower than those in the control groups (18.58±1.62,25.98±2.73,32.14±3.76),P6 h=0.039,P12 h=0.007.Conclusion:Hypoxic hepatocytes may secret some substances to promote MMP2 expression but depress the activity in hepatic stellate cells,and the effect correlated with the time.It is worth to studying further that what the substances are.
[Key words] matrix metalloproteinase2; hypoxia; hepatocyte; hepatic stellate cell; cells crosstalk
肝纤维化是许多慢性肝病共同的病理学表现,肝星状细胞(hepatic stellate cell,HSC)活化是肝纤维化过程中的关键环节。活化后的肝星状细胞分泌基质金属蛋白酶2(matrix metalloproteinase,MMP2),而MMP2通过降解Ⅳ型胶原从而改变细胞外的基膜样基质而参与肝星状细胞活化和移行[1]。氧作为细胞赖以生存所必需的营养物质,其供应异常显然将导致细胞功能紊乱。我们的前期研究[2-4]发现,物理性缺氧和化学性缺氧都会影响HSC MMP2表达及酶活性。在肝脏缺氧状态下,作为肝脏主体细胞,同时也是HSC的近邻——肝细胞,是否调节HSC表达MMP2有待阐明。
1 材料和方法
1.1 肝细胞缺氧处理和HSC缺氧条件培养
大鼠肝细胞株BRL3A(购自中国科学院上海细胞库)和大鼠HCS株HSCT6(来源于美国Friedman实验室)分别以2×105 ml-1细胞量接种于6孔塑料培养板中,用含10%优级胎牛血清的低糖DMEM培养液培养于37 ℃、体积分数为5%的CO2恒湿培养箱中。肝细胞铺满孔底80%左右倾去完全培养基,PBS冲洗2遍后加入无血清低糖DMEM,将培养板放入自制缺氧盒内(容积1 L),盒内通入氮气,测氧仪(上海雷磁新泾仪器有限公司,RSS5100型)监测氧浓度,当氧浓度达到5%时停止充氮气并密封缺氧盒。37 ℃、恒湿培养箱中培养12 h后,取其离心后培养上清作为缺氧条件培养基培养HSC,分设6、12、24 h 3个时间点,各时间点设4复孔,将此4孔作为缺氧条件培养基组;以无血清DMEM培养HSC作为对照组,每个时间点设2复孔。在37 ℃、体积分数为5%的CO2恒湿培养箱中培养至设定时间收集上清,离心去沉渣,用透析袋浓缩蛋白并定量后作明胶酶谱检查,细胞用Trizol reagent(购自Invitrogen公司)处理,提取总RNA,检测MMP2 mRNA表达。
1.2 明胶酶谱法检测MMP2活性
参照Carney等[5]的方法,用含1 mg·ml-1明胶(Sigma公司产品)的8% SDSPAGE制备电泳板。条件培养基及其培养星状细胞后的培养上清、对照组上清,分别放入截留相对分子质量为35的透析袋中,包埋于聚乙二醇中40 min。上述浓缩后的上清蛋白定量后,取含15 μg总蛋白的上清与加样缓冲液混合,并用加样缓冲液补齐上样。电压100 V,电泳2~3 h,取出凝胶,用Zymogram A buffer(北京普利莱基因技术有限公司)漂洗2次,每次1.5 h,Zymogram B buffer(北京普利莱基因技术有限公司)孵育过夜,考马斯亮蓝(北京普利莱基因技术有限公司)染色2 h,脱色至蓝色背景有透明条带出现为止。复日Smart生物电泳图像分析仪扫描,进行密度分析。
1.3 RTPCR检测MMP2 mRNA表达
MMP2、内参βActin引物由Invitrogen公司合成。MMP2引物:正义链为5′CATCGTACTCCTCGTTGCTG ATCCACAT3′,反义链为5′CTCCCTCATGCCATCCTG CGTCTG3′,扩增片段长度为228 bp。内参βActin引物:正义链为5′CATCGTACTCCTGCTTGCTGATCCAC AT3′,反义链为5′CTCCCTCATGCCATCCTGCGTCT G3′,扩增片段长度为679 bp。用Trizol reagent提取HSCT6总RNA,取1 μg进行逆转录。反应体系如下:RNAse free h3O 7.5 μl,25 mmol·L-1 MgCl2 4 μl,10×buffer 2 μl,dNTP 2 μl,Oliged T 1 μl,AMV 1 μl,RNAse inhibitor 0.5 μl,RNA 1 μg,补水至20 μl,30 ℃反应10 min,42 ℃ 40 min,95 ℃ 5 min;取2 μl逆转录产物,依次加入10×buffer 2.5 μl,上、下游引物各1.5 μl,5 U·μl-1 TqE 0.3 μl,dNTP 2 μl,加入灭菌的双蒸水至反应总体积为25 μl。MMP2扩增反应条件:94 ℃ 5 min,94 ℃ 30 s,62.5 ℃ 30 s,72 ℃ 30 s,共36个循环,72 ℃延伸10 min;扩增产物在1.5%的琼脂糖凝胶上进行电泳,复日Smart生物电泳图像分析仪扫描,进行密度分析和半定量比较,以每个标本的目的条带与该标本βactin条带密度的比值作为该标本目的基因的相对表达量。
1.4 统计学处理
采用SPSS 13.0软件作统计分析,数据用x-±s表示,组间比较用独立样本t检验,P<0.05表示差异有统计学意义。
2 结果
2.1 HSCT6 MMP2活性改变
随着培养时间的延长,缺氧条件培养基组和对照组HSCT6产生的MMP2活性均逐渐升高,但是扣除条件培养基内由肝细胞产生的MMP2后发现(图1、2),各时间点缺氧条件培养基组MMP2活性(12.99±2.05、14.01±2.00、29.44±3.62)均低于相应对照组(18.58±1.62、25.98±2.73、32.14±3.76),缺氧条件培养基组与对照组6 h和12 h时间点之间HSCT6 MMP2活性差异有统计学意义(P6 h=0.039,P12 h=0.007)。
2.2 MMP2 mRNA表达
随着时间的延长,缺氧条件培养基组和对照组HSC MMP2 mRNA均表达增加(图3、4),各时间点条件培养基组的MMP2相对于内参βactin的灰度比值分别为0.44±0.07、3.66±1.10、4.29±0.99,对照组为0.61±0.07、2.50±0.27、0.52±0.16,缺氧条件培养基组和对照组6 h和24 h时间点之间MMP2 mRNA表达差异有统计学意义(P6 h=0.044,P24 h=0.03)。
3 讨论
肝纤维化是许多慢性肝病共同的病理过程,是肝脏的修复性反应,主要表现为细胞外基质(extracellular matrix,ECM)合成和降解失衡,合成的ECM不仅量增多,其组分也发生了变化,Ⅰ型和Ⅲ型胶原纤维分泌增多,Ⅳ型胶原增多并且逐渐相互连接,沉积于肝窦周围,使肝窦毛细血管化[6]。而MMP2(又称明胶酶A)作为主要降解Ⅳ型胶原的酶,主要由活化的HSC分泌。MMP2通过降解ECM改变细胞周围的基膜样基质,又可以促进HSC的活化,活化后的HSC又分泌大量的MMP2,单从这一方面讲,二者是一个典型的正反馈过程。在肝纤维化过程中,Ⅳ型胶原的沉积提示MMP2对其降解力度不够或酶的作用环境改变。显然,若在肝纤维化病程的不同阶段,人为干预该酶的表达和活性有可能延缓肝纤维化的发展,所以探明调节MMP2表达及活性的因素不论对该病的预防还是治疗均有十分重要的意义。
氧是生命赖以生存的营养物质,其供应异常必然将导致细胞功能紊乱,肝脏感染和损伤是肝脏缺氧的主要因素。体内研究结果提示,氧能通过调节HSC MMP2表达及活性而影响肝纤维化的发展。在早期MMP2表达少、活性低,HSC活化少,不利于肝纤维化的启动;而在纤维化形成期,MMP2活性高,有利于Ⅳ型胶原的降解和HSC的活化。本组前期的体外实验证实,化学缺氧和物理缺氧均能使HSC MMP2 mRNA表达上调,同时酶活性下降。缺氧诱导因子(hypoxia inducing factor 1α,HIF1α)可能参与了缺氧条件下MMP2的表达调节。最近我们发现,纤维化肝组织表达HIF1,而且几乎全是纤维间隔附近肝细胞表达。提示作为肝脏的主体细胞以及HSC的近邻——肝细胞在氧对HSC MMP2表达及活性调节中可能起重要作用。
本实验从细胞间相互作用的角度来研究MMP2的表达和酶活性的变化,探讨肝细胞缺氧对HSC MMP2表达及活性的影响,结果发现其表达量随时间的延长逐渐增加,缺氧条件培养12 h时达到高峰,24 h时下降,说明缺氧肝细胞条件培养基能够促进HSC MMP2 mRNA表达,也就是说肝细胞在缺氧条件下分泌或释放了可溶性物质,并作用于HSC使其MMP2转录增加,这种作用在24 h内持续存在。酶谱显示缺氧条件培养基组MMP2的活性反而下降,说明肝细胞缺氧时分泌某种物质,在MMP2翻译或者活性水平上作用于HSC,使MMP2的活性降低。
作为肝脏的主体细胞、HSC的近邻,肝细胞与HSC的相互作用是十分复杂的[7]。正常情况下肝细胞可以分泌许多细胞因子如TGFβ、TNFα等;缺氧时HIF1等因子也表达增加。我们前期体外实验发现,物理缺氧和化学缺氧均能使HSC MMP2 mRNA表达增加而活性下降。本研究结果表明,缺氧肝细胞也可以使HSC产生同样的效应。由此可见,缺氧情况下,肝细胞及HSC均能产生调控MMP2表达和活性的物质,且两种细胞产生的这些物质是相似的,因而有相同效应。目前已清楚,HIF1是缺氧细胞所产生的关键转录因子,众多研究[8]证实,氧对细胞功能活动的调节与HIF1有关。肝细胞缺氧损伤后可能会有活性氧自由基的释放,也可能有HIF1下游分子的表达释放,如胰岛素样生长因子、内皮素、瘦素、血管内皮生长因子等,甚至上清内离子浓度的改变均可能影响HSCs MMP2表达及酶活性。这些因子可以通过作用于MMP2的表达、翻译、修饰产生影响[9]。也可能参与其中的不是单一的一种物质,可能是两种甚至两种以上的细胞因子的综合作用。这些物质是什么,通过什么途径作用于HSC以及通过什么信号通路发挥作用值得进一步深入研究。
参考文献
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[9]NELSON K K,MELENDEZ J A.The powerhouse takes control of the cell: the role of mitochondria in signal transduction[J].Free Radical Biol Med,2004,37(6):768784.