【关键词】 脊髓损伤；神经干细胞；移植
脊髓损伤（spinal cord injury， SCI）大多源于交通伤、坠落伤、暴力或运动伤等。SCI的发生随着各种创伤发生率的增高而日益增多，患者多数为健康的青壮年，损伤后常出现截瘫、下肢功能障碍甚至死亡，因此给个人、家庭、社会带来巨大负担。目前SCI的治疗仍是医学的一大难题，SCI的实验研究也是医学研究的热点。近来年，国内外SCI治疗的研究焦点之一集中在具有自我复制和多向分化潜能的神经干细胞(neural stem cells，NSCs)的研究上，以期取得突破性的进展。本文就NSCs在SCI的修复治疗等方面的研究进展做一简要综述。
1 NSCs概述
NSCs是一类存在于中枢神经系统内具有分化为神经元、星形胶质细胞、少突胶质细胞能力的原始母细胞。2000年Gage［1］概括NSCs 的特性为：①可生成神经组织或来源于神经系统；②具有自我更新能力；③通过不对称分裂产生除自身以外的其它细胞；④具有迁移能力，能到达损伤或疾病的部位并产生新的神经细胞。
在哺乳类动物胚胎时期的纹状体、海马、脑皮层、视网膜、脊髓、嗅球、侧脑室的室管膜下区均发现有NSCs存在；成体内，NSCs主要存在于嗅球、皮层、侧脑室及脊髓的室管膜、部分室管膜下区和海马齿状回等部位。目前已明确，成年哺乳动物脑内的侧脑室室管膜下区(SVz)和海马结构的颗粒下区(SGz)可产生大量的神经元［2］。
2 NSCs移植治疗SCI的机制
NSCs移植治疗SCI的机制可能为：①NSCs分化为神经元和胶质细胞桥接损伤区域，重新建立传导通路， 形成功能性突触［3］。②提供支持的环境促进神经元轴突的再生：如分泌多种神经营养因子［４］，改善脊髓局部微环境并启动再生相关基因的顺序表达，使损伤轴突开始再生。王岩峰等［5］指出NSCs移植后改变脊髓损伤区局部的微环境，上调GDNF mRNA，并启动再生相关基因GAP243 mRNA的顺序表达，从而修复损伤的脊髓。③脱髓鞘化的轴突再髓鞘化，恢复神经的正常传导。
3 移植NSCs与其它方法联合治疗SCI的进展
3.1 NSCs与嗅鞘细胞（Olfactory ensheathing cells， OECs）联合移植治疗SCI OECs是起源于嗅球基底膜的一种特殊类型的胶质细胞，伴随嗅束进入中枢神经系统。OECs不仅可以分泌细胞外基质和粘附分子FN、L1、Tenascin、层粘连蛋白（Laminin，LN）等，同时还可分泌大量不同种类的神经营养和支持因子，如血小板源生长因子（PDGF）、神经肽Y、神经生长因子(NGF)、神经营养素-3（NT-3）、神经营养素-4（NT-4）、脑源性神经营养因子（BDNF）等［6］，因此脊髓损伤后移植OECs可以改变局部的抑制性内环境，有利于轴突的再生性修复。应用OECs的最大优点是利用其能诱导神经轴突再生和髓鞘再生的双重作用促进神经功能的恢复。
尹国栋等［7］将人胚胎OECs与NSCs联合移植到大鼠脊髓全横断处，通过荧光化学(Hoechst33342)和免疫组织化学染色(FR75、NF-200、GFAP、Synaptophysin)观察发现，联合移植组具有更多的成熟神经突触，用BBB评分观察发现大鼠肢体运动功能明显改善。
OECs和NSCs联合移植在脊髓损伤修复中的可能作用机制有：在脊髓微环境中OECs对NSCs的增殖、分化具有促进作用；能诱导生成更多神经元；有效支持脊髓神经元的再生和神经元间突触结构的生成；改善由于损伤造成的上行和下行神经元之间的联系。
3.2 NSCs与施旺细胞（Schwann Cells， SCs）联合移植治疗SCI 在神经系统发生过程中，SCs沿轴索迁移形成周围神经的有髓神经纤维髓鞘；在周围神经纤维损伤后，SCs能增生、迁移形成细胞索（Bungner带），以细胞桥形式把神经断端连接起来，轴突长入，从而形成髓鞘［8］；同时可以分泌许多神经营养因子，包括NGF、BDNF、FGF、睫状神经营养因子（CNTF）等，以及产生细胞外基质和诸多细胞粘附分子，促进神经组织的再生。
Ding等［9］将SCs和NSCs联合移植到大鼠脊髓损伤半横断处，与单纯移植NSCs组对照，结果显示实验组的NSCs比对照组迁移的更远，分化为神经丝蛋白染色阳性神经元样细胞的数量比对照组的多，并且有较长的突起长出，表明在脊髓损伤处，SCs可促进移植的NSCs存活、迁移和向神经元样细胞分化。
Li等［10］采用体外培养胚胎脊髓源NSCs和SCs，将两种细胞共同移植到大鼠脊髓损伤部位，后用免疫组织化学染色鉴定NSCs在脊髓内的分化情况并BBB评价大鼠行为学功能的恢复程度，发现NSCs与SCs共培养可促进NSCs向神经元方向分化，可以促进神经干细胞的分化和成熟，更好的改善脊髓损伤后的运动功能障碍。
Guo等［11］将NSCs和NT-3基因修饰的SCs联合移植到脊髓损伤大鼠全横断处，通过研究发现，部分NSCs分化为神经元样细胞，且在NT-3-SCs与NSCs联合组中分化的比例最高；移植的细胞可以增强残存在感觉运动皮质内锥体层的的神经元的存活能力，从而证明了联合移植治疗SCI的可行性。
3.3 NSCs与督脉电针联合治疗SCI 电针具有针刺和电刺激的双重治疗作用。研究发现，电针治疗SCI可以降低损伤组织中的血管内皮素(ET)、一氧化氮浓度［12］；降低脊髓损伤组织中的氧自由基的含量［13］；促进神经再生微环境中LN的表达和产生，对其内在的再生潜力有积极的引导作用［１４］；产生拮抗内生性损伤电流而降低Ca2+、Na+和含水量，稳定膜结构，增加线粒体酶活性，阻断脊髓继发性病变，保护脊髓神经轴突的蜕变，促进神经轴突再生［15］；能上调bcl-2基因及蛋白的表达，抑制细胞凋亡，从而保护神经细胞［16］。曾园山等［17］指出督脉电针可能通过促进受损伤脊髓组织细胞的代谢过程，引起细胞膜的腺苷酸环化酶活性升高，使ATP生成cAMP增加，从而激活神经元和神经胶质细胞内蛋白激酶A的级联反应，在增加细胞代谢的同时，启动神经营养因子和细胞生长因子等蛋白质的合成和分泌过程，从而促进脊髓内移植的神经干细胞存活和分化，以及促进受损神经元的存活及其轴突再生，重建神经通路，恢复脊髓功能。
崔晓军等［18］通过观察督脉电针对脊髓损伤后大鼠脊髓巢蛋白(Nestin)表达和后肢功能的影响发现，经过督脉电针治疗后，Nestin阳性细胞数明显增加，并且增加的Nestin 阳性细胞数与神经功能的改善平行，表明督脉电针能使大鼠损伤脊髓的神经干细胞的标记蛋白Nestin大量表达，并促进大鼠损伤脊髓的再生修复和功能恢复。
李晓滨等［19］联合应用督脉电针与NSCs移植治疗的脊髓损伤大鼠，发现大鼠后肢关节和肌肉活动、后肢攀爬运动、诱发电位潜伏期和峰峰值，以及后肢肌肉萎缩程度等指标都得到较明显的改善，表明督脉电针治疗与NSCs移植之间有较好的协同作用，从而为继续研究督脉电针与NSCs移植联合应用促进脊髓全横断大鼠后肢运动功能恢复的结构基础及其分子机制提供行为学依据。
3.4 NSCs基因治疗 NSCs在体内的分化方向主要决定于宿主移植部位的微环境，如何调控微环境中的神经营养因子，是诱导NSCs定向分化的重要手段之一。NSCs基因治疗为调控微环境中神经营养因子提供了新的思路。通过基因修饰使NSCs表达外源性基因，然后将其移植到受损部位，使它们分泌大量的治疗性神经营养因子，以提供利于神经元生长的微环境，并促进神经再生与功能恢复。
Kamei等［20］通过将特定培养的神经祖细胞（NPCs）移植到脊髓损伤大鼠体内，通过免疫组化观察发现，NPCs可以分泌BDNF、NT-3、NGF等神经营养因子，促进了皮质脊髓的轴突生长。
Qin等［21］通过研究SCI后内源性的神经营养因子的变化，发现NGF、BDNF、NT-3在损伤后明显的增多，NGF含量在手术后7 d达到最高峰值，BDNF和NT-3在手术后3 d达到最高峰值，与对照组大鼠相比，发现损伤组大鼠后肢功能在手术后7 d明显改善，表明在SCI修复中各因子在不同时期发挥各自不同的作用。
NT-3是在脊髓中作用最强的神经营养因子，它能促进NSCs生存、迁移和分化，Liu等［22］用NT-3基因转染NSCs，并将这种基因修饰的NSCs移植入免疫抑制的成年大鼠完整脊髓中，结果表明大部分移植细胞在脊髓内存活至少2个月，并表达NT-3，它们可分化为神经元和胶质细胞，并可迁移较长的距离。Vicario等［23］研究发现NT-3能促进体外培养的NSCs分裂增殖和向神经元分化，而不向胶质细胞分化。Lu等［4］将表达NT-3的神经干细胞移植于脊髓损伤模型， 结果显示其能显著促进损伤轴突再生。Zhang等［24］通过构造pNT-3表达载体，以SHN2方式整合到NSCs C17.2中，然后移植到脊髓损伤大鼠体内，通过实验发现，移植30 d后，SHN2在损伤区明显增多，通过BBB评分发现大鼠运动功能明显恢复，表明NT-3和NSCs联合移植可以促进SCI的恢复。
BDNF可调节神经元的生长和存活，主要作用于红核脊髓束和红核神经元，能促进脊髓损伤后红核脊髓束的再生和功能恢复。Chow等［25］观察到将大鼠脊髓半横断后，在外源性的BDNF参与下，移植的胎鼠脊髓神经干细胞向神经元和神经胶质分化，而没有给予BDNF的对照组仅分化为星形胶质细胞和少突胶质细胞。另外，BDNF基因修饰神经干细胞移植，可引起BDNF在损伤脊髓内有效表达，且明显的促进了脊髓损伤后bcl-2的高表达，抑制了bax的表达， 从而降低了神经细胞的凋亡率，促进损伤神经的功能恢复［26］。
4 存在的问题及展望
目前，神经干细胞的研究已经取得了很大的进展，尤其是在联合治疗方面，显示出了广阔的前景。但仍然存在诸多问题需要解决：移植的NSCs的定向分化诱导，微环境中神经营养因子的调控，联合移植NSCs后的安全性及功能恢复的评价标准等。神经干细胞在动物实验中取得了可喜的成果，但是由于人与动物（大鼠）的恢复时间以及机体状况均有差别，因此如何从动物的应用顺利的过渡到临床的应用还需要进行深入的研究。相信随着对神经干细胞不断深入的研究，移植神经干细胞治疗SCI一定有更好的应用前景。
【参考文献】
［１］ Gage FH. Mammalian neural stem cell［J］ . Science ， 2000 ， 287(5457):1433-1438.
［2］ Doetsch F， Scharf C. Challenges for brain repair: Insights from adult neurogenesis in birds and mammals［J］. Brain Behav Evol， 2001， 58(5):306-322.
［3］ Ostenfeld T， Caldwell MA， Prowse KR，et al. Human neural precursor cells express low levels of telomerase in vitro and show diminishing cell proliferation with extensive axonal outgrowth following transplantation［J］ .2000，164(1):215-226.
［４］ Lu P， Jones LL， Snyder EY，et al. Neural stem cells constitutively secrete neurotrophic factors and promote extensive host axonal growth after spinal cord injury［J］. 2003， 181(2):115-129.
转贴于［5］ 王岩峰， 吕刚， 李雷， 等 . 神经干细胞移植对大鼠脊髓损伤后胶质细胞源性神经营养因子与生长相关蛋白43基因表达的影响［Ｊ］ . 中国修复重建外科杂志，2005， 19(6):416-419.
［6］ Adam L， Johan W， Eva L， et al. Neurotrophic properties of olfactory ensheathing glia［J］. 2003， 180(2):167-171.
［7］ Yin Guodong， Tang Xun， Lin Yueqiu，et al. Recovery of adult rat spinal cord injury by co-transplantation of human embryonic olfactory ensheathing cells and neural stem cells［J］ . Chin J Rehabilit Med，2006，21(8):680-682.
［８］ Kojun T， Hirchito FT， Akira T，et al. Basic behavior migratory Schwann cells in peripheral nerve regeneration［J］ .Exp Neurol，1997， 137(2):301-308.
［9］ Ding Ying， Zeng Yuanshan，Wu Lizhi，et al. Effects of Schwann cells on survival and differentiation of neural stem cells transplanted into injured spinal cord［Ｊ］.Acta Anatomica Sinica，2003， 34(6):589-593.
［10］ Li J， Sun CR， Zhang H，et al. Induction of functional recovery by co-transplantation of neural stem cells and Schwann cells in a rat spinal cord contusion injury model［Ｊ］. Biomed Environ Sci，2007， 20(3):242-249.
［１１］ Guo JS， Zeng YS， Li HB，et al. Co-transplant of neural stem cells and NT-3 gene modified Schwann cells promote the recovery of transected spinal cord injury［J］. Spinal Cord，2007， 45(1):15-24.
［12］ 李志刚， 付平， 刘书坤， 等. 电针对大鼠急性脊髓损伤保护作用的机理研究［Ｊ］. 中国中医基础医学杂志， 2005， 11(11): 856-858.
［13］ 李连欣， 张进禄， 周东生， 等. 电针对脊髓创伤后脊髓组织中央自由基含量影响及意义［Ｊ］. 中国临床康复， 2004， 8(5):912-913.
［14］ 朱政. 电针对大鼠脊髓损伤后层粘连蛋白表达影响［J］. 中国中西医结合杂志， 2002， 22(7):525-527.
［15］ 王新家，孔抗美，齐伟力. 针刺影响慢性脊髓损伤神经递质的表达［J］. 中国正骨， 2002，14(6):325-327.
［16］ 张志英， 余安胜. 电针对脊髓损伤早期bcl-2mRNA及蛋白表达的影响［Ｊ］.中国针灸， 2003， 23(8):473-476.
［17］ 曾园山， 李晓滨， 郭家松， 等. 督脉电针与神经干细胞移植在脊髓损伤修复中的作用［Ｊ］. 中国康复医学杂志， 2005， 20(6):468-469.
［18］ 崔晓军， 李伊为， 陈东风， 等. 督脉电针对脊髓损伤大鼠神经干细胞的作用［Ｊ］. 解剖学研究， 2002， 24(3):180-183.
［19］ 李晓滨， 曾园山， 陈玉玲， 等. 督脉电针与神经干细胞移植对脊髓全横断大鼠后肢运动功能恢复的影响［Ｊ］. 解剖学报， 2004， 35(6):582-588.
［20］ Kamei N， Tanaka N， Oishi Y. BDNF， NT-3， and NGF released from transplanted neural progenitor cells promote corticospinal axon growth in organotypic cocultures［Ｊ］. Spine，2007， 32(12):1272-1278.
［21］ Qin DX， Zou XL， Luo W，et al. Expression of some neurotrophins in the spinal motoneurons after cord hemisection in adult rats［Ｊ］. Neurosci Lett，2006， 410(3): 222-227.
［22］ Liu Y， Himes BT， Solowska J， et al. Intraspinal delivery of neurotrophin-3 using neural stem cells genetically modified by recombinant retrovirus［Ｊ］. Exp Neurol， 1999， 158(1):9-26.
［23］ Vicario-Abejon C， Collin C， Tsoulfas P，et al. Hippocampus stem cells differentiate into excitatory and inhibitory neurons［Ｊ］. Eur J Neurosci， 2000， 12(2):677-688.
［24］ Zhang L， Gu S， Zhao C，et al. Combined treatment of neurotrophin-3 gene and neural stem cells is propitious to functional recovery after spinal cord injury［J］. Cell Transplant，2007，16(5):475-481.
［25］ Chow SY，Moul J， Tobias CA，et al.Characterization and intraspinal grafting of EGF /bFGF-dependent neurospheres derived from embryonic rat spinal cord［J］.Brain Res， 2000， 874（2）:87-106.
［26］ Yan Jing-feng，Yue Chang-bo. Effect of implantation of neural stem cell modified by BDNF on apoptosis of neural cells after spinal cord injury［J］. Chin J Clin Neurosurg， 2006，11(9):547-560.